УДК 797.322+611.7
СТИМУЛЯЦИЯ МЕЗЕНХИМАЛЬНЫХ СТВОЛОВЫХ КЛЕТОК И КОСТНОМОЗГОВОГО ГЕМОПОЭЗА с помощью ГРАНУЛОЦИТАРНОГО КОЛОНИЕСТИМУЛИРУЮЩЕГО ФАКТОРА ПРИ ДЕЗАДАПТАЦИИ ОРГАНИЗМА
Я.В. Латюшин, Н.Ю. Шелгаев**, В.И. Павлова* В.П. Шахов ***
‘Челябинский государственный педагогический университет, г. Челябинск; **Государственное учреждение здравоохранения Челябинский областной кожно-венерологический диспансер, г. Челябинск;
***Томский политехнический университет, г. Томск
Исследовалось влияние стресса, вызванного 12-часовой иммобилизацией мышей линии Ва1Ь/с на систему гемопоэза и мезенхимальные стволовые клетки костного мозга. Экстремальное воздействие приводит к развитию дезадаптации со стороны костномозгового кроветворения как на уровне гемопоэтических, так и мезенхимальных стволовых клеток. После лейкоцитоза (1 сутки) наблюдается депрессия лейкопоэза и снижение общего количества миелокариоцитов в костном мозге. Введение гранулоцитарного колониестимулирующего фактора при стрессе оказывает защитное действие на кроветворение. Граноцит можно использовать как профилактическое средство лицам, подверженным частым стрессам и дисадаптации.
Ключевые слова: стволовые клетки, стресс, адаптация, гемопоэз, мезенхимопоэз, гранулоцитарный колониестимулирующий фактор.
Адаптация организма к действию экстремальных факторов включает в себя сложный механизм, включающий в себя слаженную работу ключевых гомеостатических систем (нейроэндокринная, иммунная, кроветворная и др.). В зависимости от силы экстремального воздействия или патологического процесса, наблюдается повышение общей устойчивости организма или ее снижение. Причем переход от одного состояния к другому может иметь колебательную форму . Особая роль в данном механизме принадлежит мезенхимальным стволовым клеткам (МСК) . Именно им также принадлежит важная роль в формировании специфического микроокружения многих органов, включая костный мозг. Они являются основной матричной единицей, так называемых «ниш», которая регулирует процессы пролиферации и дифференцировки, окружающих мезенхимальный элемент, стволовых клеток других гистогенетических линий, в частности гемопоэтических прекурсоров . В свою очередь гемо-поэтические стволовые клетки дают начало более дифференцированным потомкам миелопоэза, эри-тропоэза и тромбоцитопоэза, из которых формируются клетки крови . Дисбаланс в работе МСК и гемопоэтических клеток-предшественни-ков под действием стрессора сопровождается уменьшением общего количества кариоцитов, в результате чего развиваются лейкопения и (или) анемия и, как следствие, снижение резистентности организма к действию неблагоприятных факторов . С теоретических позиций для борьбы с
этим патологическим процессом можно использовать разного рода ростовые факторы, стимулирующие гемопоэз, включая цитокины, интерлейкины, колониестимулирующие факторы и т.п. . С этих позиций большой интерес представляет собой гранулоцитарный колониестимулирующий фактор (Г-КСФ), который является естественным ростовым фактором для миелопоэза как на уровне кроветворных клеток-предшественников, так и их более дифференцированных потомков — нейтро-филов и моноцитов. Кроме того, Г-КСФ может мобилизировать МСК из костного мозга в кровь. Однако эти работы касаются преимущественно заболеваний со стороны сердечно-сосудистой системы. Интегральное воздействие данного цитоки-на на мезенхимальные и гемопоэтические стволовые клетки костного мозга при стрессе остается неясным .
В связи с этим, целью настоящего исследования явилось изучение роли действия гранулоцитарного колониестимулирующего фактора на мезенхимопоэз и миелопоэз при действии на организм экстремальных факторов.
Материалы и методы. Опыты были проведены на 55 самцах мышей линии Ва1Ь\с массой 18-21 г. Животные в общепринятых условиях и стандартной диете. В опыты отбирались только здоровые животные, прошедшие двухнедельный карантин в условиях вивария. Все манипуляции с лабораторными животными осуществляли согласно существующей Хельсинской декларации.
Иммобилизационный стресс (ИС) вызвали
путем фиксации животных на спине в течение 12 часов как было описано ранее . Контрольных животных содержали по 10-12 особей в обычных клетках.
В качестве Г-КСФ мы использовали рекомбинантный фармакологический препарат «Граноцит» фирмы «Aventus», который вводили подкожно в дозе 50 мкг/кг в течение 3 суток после иммобилизации .
На 1, 3, 5, 7 и 10 сутки после иммобилизации в периферической крови определяли содержание общего количества эритроцитов, лейкоцитов, с подсчетом лейкоцитарной формулы . На 3, 5, 7 и 10 сутки часть животных забивали, подсчитывали общую клеточность костного мозга, делали миелограмму и культивировали клетки в системе in vitro. Определение общего количество мезенхимальных стволовых клеток осуществляли по стандартной методике . Костный мозг вымывали из бедренной кости с помощью шприца средой DIMEM, доводили общее количества жизнеспособных кариоцитов до 1х106/мл в полной культуральной среде (ПКС), которая состояла из: 90 % среды DIМЕМ, 10 % эмбриональной телячьей сыворотки (ЭТС), 200 мМ L-глютамина, 40 мкг/мл гентами-цина (все реактивы фирмы «Sigma», США). Клетки разливали в 50 мл пластиковые флаконы фирмы «Falcon» (по 5 мл на флакон) и инкубировали при 37 °С, 100 % влажности, 5 % С02 в течение 3 суток в С02-инкубаторе. Затем удаляли не адгезирую-щие клетки и меняли полную питательную среду на свежую порцию. Материал культивировали в течение 14 суток с заменой полной питательной среды каждые 3 суток при 37 °С, 100 % влажности, 5 % С02 в течение 3 суток в С02-инкубаторе. После чего с помощью инвертоскопа подсчитывали число выросших колоний (агрегатов, содержащих более 50 клеток) с последующей окраской азур-П эозином .
Гранулоцитарные колониеобразующие клетки костного мозга исследовали по общепринятой ме-
тодике путем культивирования в полутвердом бак-тоагаре фирмы «Difco» (США), 35 мм чашках Петри фирмы «Falcon» при 37 °С, 100% влажности, 5 % С02 в течение 7 суток в С02-инкубаторе. В полную культуральную среду дополнительно добавляли 0,3 % бактоагара и препарат «Граноцит» в дозе 10 мкг/мл. На 7 сутки подсчитывали общее количество колоний и кластеров (колонии агрегаты, содержащие более 50 клеток, кластеры от 3 до 50) с последующим извлечением отдельных колоний и окраской их азур-П эозином .
Статистическую обработку полученных данных проводили с вычислением t-критерия Стью-дента при помощи компьютерной программы «Statistica 7» с определением М — выборочное среднее, m — ошибка среднего и р — достигнутый уровень значимости.
Результаты и обсуждение
В результате проведенных исследований было установлено, что иммобилизационный стресс вызывает развитие лейкоцитоза на 1 сутки опыта. При этом наблюдалось развитие нейтрофилеза (на 175,3 ± 12,1 % от фона, Pt < 0,05) и лимфопения (до 43,8 ± 5,3 % от фона, Pt < 0,001), затем сменяется лейкопенией, которая продолжается до 5 суток. К 10 суткам эксперимента общее количество лейкоцитов нормализуется (табл. 1).
В костном мозге наблюдается падение общего количества миелокариоцитов (ОКК), начиная с 1 по 5 сутки опыта, которое возрастает на 7 день, а затем возвращается к исходным величинам (10 сутки) (см. табл. 1). Содержание гранулоцито-макрофагальных колоние-и кластеробразующих единиц (ГМ-КОЕ, ГМ-КлОЕ) при иммобилизаци-онном стрессе снижается на 1,3 сутки, после чего наблюдается их гиперплазия (5,7 сутки) и последующая нормализация к 10 дню исследования до исходных параметров (табл. 1). Общее количество МСК снижается на 1 сутки опыта, после чего их количество достоверно увеличивается к 3,5,7 суткам, а на 10 день возвращается к исходным вели-
Таблица 1
Динамика общего количества лейкоцитов (ОКЛ) в периферической крови, общее количество кариоцитов (ОКК), количество ГМ-КОЕ, ГМ-КлОЕ, МСК в костном мозге мышей линии Ва!Ь\с до и после 12-часовой иммобилизации (Х±т, РЦ
Время после иммобилизации ОКЛ, х109/л ОКК в костном мозге, х109/л ГМ-КОЕк, х106 ГМ-КлОЕк, хЮ6 МСК, хЮ6
Контроль 23,3 ± 1,3 18,7 ±0,1 10,5 ±0,3 54,3 ± 1,7 1,4 ±0,1
1 сутки 27,7 ± 0,5 <0,05 11,5 ±0,5 < 0,001 4,3 ±1,7 < 0,001 31,5 ±2,3 < 0,001 0,3 ±0,1 <0,01
3 сутки 16,5 ±0,9 <0,05 13,4 ± 1,3 <0,01 5,1 ±0,7 < 0,001 35,1 ±4,1 <0,01 2,1 ±0,3 <0,05
5 сутки 17,8 ±2,1 <0,05 15,3 ±0,5 <0,05 16,2 ± 1,5 <0,05 66,1 ±2,1 <0,05 3,5 ± 0,5 <0,01
7 сутки 18,1 ±3,3 >0,05 23,1 ± 0,3 <0,05 15,6 ±0,3 <0,01 69,9 ± 1,1 <0,05 1,9 ±0,3 >0,5
10 сутки 22,9 ± 3,7 >0,5 19,3 ± 0,9 >0,5 11,5 ± 1,3 >0,5 55,9 ±3,1 >0,5 1,5 ±0,5 >0,5
Проблемы здравоохранения
iНе можете найти то, что вам нужно? Попробуйте сервис подбора литературы.
чинам (табл. I, рис. 1). Эти данные свидетельствуют о том, что при стрессе в костном мозге после общей супрессии кроветворения и мезенхимопо-эза, наблюдаемой со стороны МСК и ГМ-КОЕ, ГМ-КлОЕ, происходит последовательный запуск регенераторного механизма, который направлен сначала на восстановление микроокружения костного мозга за счет мезенхимальных клеток, а затем -кроветворной ткани на уровне гемопоэтических прекурсоров и их дифференцированных потомков.
Рис. 1. Фрагмент мезенхимальной колонии, выросшей на 14 сутки культивирования в системе in vitro из клеток костного мозга мышей линии Balb/c на 7 сутки после иммбилизации. Фазовоконтрастная микроскопия, ув. 400х.
Введение Г-КСФ животным во время иммобилизации нивелирует негативные изменения как со стороны мезенхимальных, так и гранулоцито-макрофагальных стволовых клеток, а также состояние костномозгового кроветворения и картины крови. При этом резкого падения числа со стороны исследуемых родоначальных клеток стромы
и миелопоэза практически не происходит (табл. 2). Установлено, что препарат «Граноцит» оказывает протекторное действие на систему крови и элементы, формирующие микроокружение костного мозга — МСК. Количество МСК в костном мозге возрастает на 5 сутки более чем в 7 раз (см. табл. 2). При этом уже к 5 суткам опыта у животных нормализуется общее количество лейкоцитов в крови и ОКК костного мозга, после чего наблюдается выраженная гиперплазия данного органа (7 сутки опыта) (см. табл. 2). Полученные данные свидетельствуют о том, что Г-КСФ оказывает прямое стимулирующее действие на клетки белой крови, начиная с миелоидных прекурсоров, а также их более дифференцированных потомков — миелока-риоцитов костного мозга и лейкоцитов крови. При стрессе, вызванном иммобилизацией лабораторных животных, данный цитокин тоже оказывает не только протекторное, но и выраженное стимулирующее влияние на миелопоэз как на уровне ка-риоцитов костного мозга, так и их недифференцированных клеток-предшественников, включая мезенхимальные прекурсоры (см. табл. 2).
Раннее на модели цитостатической аплазии костного мозга нами было показано, что Г-КСФ не оказывает прямого стимулирующего действия на МСК . Этот механизм, скорее всего, носит опосредованный характер. Очевидно, данный цитокин может активировать костномозговое кроветворение и через другие механизмы, например, с участием клеток эндотелия или других типов стро-мальных клеток . В результате чего, можно полагать, и происходит восстановление и даже активация процессов пролиферации и дифферен-цировки МСК (см. табл. 2).
Таким образом, полученные данные свидетельствуют о том, что стресс, вызванный 12-часовой иммобилизацие, приводит к развитию дезадаптации костномозгового кроветворения как на уровне гемопоэтических, так и мезенхимальных стволо-
Таблица 2
Динамика общего количества лейкоцитов (ОКЛ) в периферической крови, общее количество карицоцитов (ОКК), количество ГМ-КОЕ, ГМ-КлОЕ, МСК в костном мозге мышей линии Ва1Ь\с до и после 12 часовой иммобилизации
на фоне введения препарата «Граноцит» (X ±т, РЦ
Время после иммобилизации + «Граноцит» ОКЛ, х109/л ОКК в костном мозге, х 109/л ГМ-КОЕк, х106 ГМ-КлОЕк, х106 МСК, х106
Контроль (без введения «Граноцита» 23,3 ± 1,3 18,7 ±0,1 10,5 ± 0,3 54,3 ±1,7 1,4 ±0,1
1 сутки 28,9 ± 1,1 < 0,05 14,3 ± 0,7 < 0,001 4,9 ±1,7 < 0,001 39,5 ± 3,7 < 0,001 0,5 ± 0,3 <0,01
3 сутки 21,1 ±0,5 >0,05 13,4 ± 1,3 <0,01 9,1 ± 0,7 >0,05 49,6 ± 5,3 <0,01 3,7 ± 0,2 <0,01
5 сутки 25,8 ± 1,1 < 0,05 15,3 ±0,5 <0,05 18,2 ± 1,5 <0,05 70,1 ±2,5 <0,05 3,5 ± 0,5 <0,01
7 сутки 27,1 ± 2,5 >0,05 25,3 ± 0,9 < 0,05 17,3 ±0,1 <0,05 65,7 ± 1,9 <0,05 2,5 ± 0,3 <0,05
10 сутки 23,5 ± 2,9 >0,5 20,1 ± 1,3 >0,05 12,3 ± 1,1 >0,5 61,9 ±3,1 >0,5 1,9 ±0,3 >0,5
вых клеток. При этом после кратковременного лейкоцитоза наблюдается депрессия лейкопоэза и снижение общего количества миелокариоцитов в костном мозге. Введение Г-КСФ при действии экстремальных факторов оказывает защитное действие на кроветворение. При этом стимулирующее влияние данного цитокина на пул мезенхимальных стволовых клеток носит, по-видимому, опосредованный характер. Его целесообразно использовать не только как фармакологический препарат при лечении лейкопении, лейкозов после химиотерапии или введения цитостатиков, но и как профилактическое средство лицам, подверженным частым стрессам и десинхронозам.
Литература
1. Абрамов, В.В. Возможные принципы интеграции иммунной и нейроэндокринной систем / В.В. Абрамов // Иммунология. -1996. — № 1. — С 60-61.
2. Влияние препарата «Граноцит» на мезенхимальные стволовые клетки костного мозга при моделировании вторичного иммунодефицита с помощью циклофосфана в эксперименте / А.Н. Байков,
В.П. Шахов, Н.Ю. Шелгаев, В.А. Серебрякова // Бюллетень сибирской медицины. — 2008. — Т. 7, № 3. — С. 5-8.
4. Горизонтов, П.Д. Стресс и система крови / П.Д. Горизонтов, О.И. Белоусова, М.И. Федотова. -М., 1983.-240 с.
5. Дыгай, А. М. Роль межклеточных взаимодействий в регуляции гемопоэза / А. М. Дыгай,
B.П. Шахов. — Томск: ТГУ, 1989. — 224 с.
6. Кнорринг, Г.Ю. Цитокиновая сеть как мишень системной энзимотерапии /Г.Ю. Кнорринг // Цитокины и воспаление. — 2005. — Т. 4, № 4. —
C. 45-49.
7. Репин, B.C. Медицинская клеточная биология / B.C. Репин, Г.Т. Сухих. — М.: Медицина. -1998.-200 с.
9. Селье, Г. Стресс без дистресса / Г. Селье. -М.: Прогресс, 1979. — 124 с.
iНе можете найти то, что вам нужно? Попробуйте сервис подбора литературы.
10. Симбирцев, А. С. Цитокины: классификация и биологические функции / А. С. Симбирцев // Цитокины и воспаление. — 2004. — Т. 3, № 2. —
С. 16-22.
11. Судаков, К.В. Новые аспекты классической концепции стресса// Бюлл. экспер. биол. и мед. / КВ. Судаков. — 1997. — Т. 123, № 2. — С. 124-128.
13. Ярыгин, КН. Роль резидентных и циркулирующих стволовых клеток в физиологической и репаративной регенерации / КН. Ярыгин // Патологическая физиология и экспериментальнапя терапия. — 2008. -№ 1. — С. 2-7.
15. Coupling of endothelial injury and repair: an analysis using an in vivo experimental model /
17. Live-animal tracking of individual haematopoietic stem/progenitor cells in their niche /
C. Lo Celso, H.E. Fleming, J. W. Wu et al //Nature. -2009. — V. 457. -P. 92-96.
Американские исследователи из Университета Калифорнии в Лос-Анджелесе (University of California — Los Angeles, UCLA) обнаружили новый способ активации стволовых клеток волосяного фолликула для стимуляции роста волос. Работа учёных, результаты которой опубликованы 14 августа 2017 года в Nature Cell Biology, может помочь в создании новых лекарственных препаратов, способствующих росту волос у людей с облысением и у тех, кто теряет волосы вследствие гормонального дисбаланса, стресса, старения или химиотерапии.
Стволовые клетки (СК) волосяных фолликулов (луковиц) – одни из самых долгоживущих. Они производят волосы на протяжении всей жизни человека, однако их активность циклична: клетки находятся в состоянии покоя, а затем активируются во время нового цикла роста волос. Иногда СК не могут выйти из фазы покоя, которая регулируется множеством факторов, что вызывает облысение.
В новом исследовании Хизер Кристофк (Heather Christofk) и Уилльям Лоури (William Lowry) из Центра регенеративной медицины и исследования стволовых клеток Илая и Эдит Броад при UCLA (Eli and Edythe Broad Center of Regenerative Medicine and Stem Cell Research at UCLA) обнаружили, что метаболизм стволовых клеток волосяных фолликулов отличается от остальных клеток кожи.
Клеточный метаболизм включает расщепление питательных веществ, необходимых для поддержания энергии, реакции на окружающую среду и деления клеток. В процессе обмена веществ используются ферменты, изменяющие питательные вещества для получения метаболитов. Стволовые клетки волосяной луковицы используют глюкозу из кровотока, чтобы продуцировать метаболит, известный как пируват. СК могут направлять пируват в свои митохондрии для создания энергии, либо превратить его в другой метаболит – лактат.
«Наши наблюдения за метаболизмом стволовых клеток фолликулов побудили нас выяснить, приведёт ли генетически опосредованное уменьшение проникновения пирувата в митохондрии к тому, что СК волосяных фолликулов начнут производить больше лактата. Активирует ли это клетки для более быстрого роста волос?», — говорит Кристофк, доцент биохимии и молекулярной и медицинской фармакологии.
Исследовательская группа сначала генетически заблокировала производство лактата у мышей и показала, что это блокирует активацию стволовых клеток волосяных фолликулов. При генетическом увеличении выработки лактата у животных ускорялась активация СК фолликулов, увеличивая фазу роста шерсти.
«До сих пор не было известно, что увеличение или уменьшение уровня лактата влияет на стволовые клетки волосяных фолликулов», — говорит Лоури, профессор молекулярной и клеточной биологии и биологии развития. «Как только мы увидели, как изменения его производства повлияло на рост волос, мы начали поиск потенциальных лекарств, которые могут своим воздействием на кожу оказывать тот же эффект».
Команда идентифицировала два препарата, которые при нанесении на кожу мышей влияли на стволовые клетки волосяных фолликулов, различными способами содействуя производству лактата. Первый препарат RCGD423 активирует клеточный сигнальный путь, называемый JAK-Stat, который передаёт информацию из клетки в её ядро.
Исследование показало, что активация JAK-Stat приводит к увеличению производства лактата, что, в свою очередь, стимулирует активацию стволовых клеток волосяных луковиц и ускоряет рост волос. Другой препарат, названный UK5099, блокирует проникновение пирувата в митохондрии, что заставляет СК продуцировать лактат и ускоряет рост шерсти у мышей.
«Благодаря этому исследованию мы узнали много интересного о новых способах активации стволовых клеток», — сказала Эйми Флорес (Aimee Flores), стажёр в лаборатории Лоури и первый автор исследования. «Идея использования лекарств для стимулирования роста волос, которые влияют на стволовые клетки волосяных фолликулов, очень перспективна, учитывая, что миллионы людей, как мужчин, так и женщин, страдают от выпадения волос. Я думаю, что мы только начали понимать критическую роль метаболизма в росте волос и стволовых клетках в целом. Я с нетерпением жду возможности дальнейшего применения этих новых результатов».
«Наше исследование показывает, что вы можете ускорить процесс восстановления тканей подобно тому, как вакцина подготавливает организм к борьбе с инфекцией», — сказал ведущий автор Джозеф Т. Роджерс. Он начал исследование во время своих докторских исследований в Медицинской школе Стэнфордского университета и продолжил его в своем нынешнем положении доцентом биологии стволовых клеток и регенеративной медицины в USC.
Это недавнее исследование основывается на предыдущей находке Роджерса: когда какая-либо часть тела повреждена, взрослые стволовые клетки в неповрежденных областях по всему телу входят в «тревожное состояние». В этом состоянии стволовые клетки обладают повышенным потенциалом для восстановления повреждения тканей.
В новом исследовании Роджерс идентифицировал сигнал, предупреждающий стволовые клетки, и показал, как он может служить в качестве терапии для улучшения заживления. В поисках сигнала, который мог предупредить стволовые клетки, Роджерс и его коллеги сосредоточили свое внимание на крови. Они вводили кровь от поврежденной мыши в неповрежденную мышь. В неповрежденной мыши это привело к тому, что стволовые клетки приняли состояние тревоги.
Роджерс и его коллеги определили критический сигнал в крови: фермент, называемый активатором фактора роста гепатоцитов (HGFA). В нормальных условиях HGFA в изобилии содержится в крови, но неактивен. Травма активирует HGFA, поэтому сигнализация HGFA может «предупредить» стволовые клетки, чтобы они были готовы к заживлению.
Используя это открытие, Роджерс и его коллеги задали вопрос: что произойдет, если HGFA подействует на стволовые клетки до того, как произойдет травма? Поможет ли это улучшить реакцию восстановления? Они вводили активный HGFA мышам, которые получали повреждение мышц или кожи через пару дней. У мышей в экспериментальеной группе скорость заживления выросла.
Эти результаты указывают на то, что HGFA может оповестить многие различные типы стволовых клеток, активизируя их и подготавливая их к быстрому и эффективному реагированию на травмы. Этот терапевтический подход может оказаться особенно полезным для людей с ослабленным исцелением, таких как пожилые люди или диабетики.
«Эта работа показывает, что в крови есть факторы, которые контролируют нашу способность к заживлению, — сказал Роджерс. «Мы смотрим на то, как HGFA может объяснить снижение восстановления и как мы можем использовать HGFA для восстановления нормального заживления».
Костный мозг – важнейший кроветворный орган человека. Именно в костном мозге образуются все виды клеток крови (эритроциты, лейкоциты и тромбоциты) взамен отмирающих. Новые клетки после созревания в костном мозге выходят в кровь и начинают циркулировать с ней по всему телу.
Костный мозг имеет полужидкую консистенцию и содержится в полостях внутри костей скелета. У новорожденных детей все кости содержат функциональный костный мозг. У взрослых костный мозг в костях рук и ног уже замещен жировой тканью (это так называемый «желтый костный мозг»), но работающий («красный») костный мозг остается в костях таза и черепа, в грудине, ребрах, позвонках и лопатках.
В костном мозге содержатся клетки, которые в процессе кроветворения являются предшественниками эритроцитов, лейкоцитов и тромбоцитов, а также их общие предки – гемопоэтические стволовые клетки. Кроме клеток, непосредственно участвующих в кроветворении, костный мозг содержит также соединительную ткань – строму.
Исследование образца костного мозга необходимо при диагностике многих тяжелых гематологических заболеваний. Для этого осуществляют прокол (пункцию) кости и набирают в шприц небольшое количество костного мозга. При некоторых заболеваниях производят биопсию, «вырезая» маленький столбик костной ткани вместе с костным мозгом при помощи специальной иглы (трепанобиопсия).
Результат исследования клеточного состава образца, полученного при пункции костного мозга, называется миелограммой.
